Qualitätsverbesserung durch moderne Abstrichsysteme

Seit wenigen Jahren sind neue Abstrichsysteme für die so genannte liquid based microbiology (LBM) verfügbar.

Gegenüber den früher verwendeten trockenen Abstrichen haben diese eSwab® Abstriche den Vorteil, dass die beim Abstreichen aufgenommenen Erreger gleichmäßig in einer schützenden Nährlösung aufgenommen werden. Dies erlaubt im Labor einen gleichmäßigen Auftrag des Untersuchungsmaterials auf alle verwendeten Nährböden, während sich  beim Ausstreichen trockener Abstriche ein Verdünnungseffekt einstellt: der erste Nährboden wird mit einer großen Menge abgestrichener Erreger versehen, die folgenden Nährböden erhalten immer weniger Erregermaterial.

Das eingesetzte Transportmedium der eSwab® Abstriche ermöglicht darüber hinaus auch ein längeres Überleben der Erreger während des Probentransports und gewährleistet dadurch eine höhere Nachweisrate auch bei umweltlabilen Erregern.

PCR-Untersuchungen (respiratorische Viren, Chlamydien, HSV, VZV ) sind ebenfalls aus eSwab® Abstrichen problemlos möglich.

Wir empfehlen daher für sämtliche Abstrichuntersuchungen ausschließlich die Verwendung von eSwabs® Abstrichen.

Copan eSwab®

Standardabstrich für mikrobiologische Un­tersuchungen (Haut- und oberflächliche Ab­striche, Nasen-/ Ra­chenabstriche (E+R), MRSA-Ab­striche, Wundab­striche) KEIN Liquor, Gewebe, Stuhl!

Copan eSwab® Urethra
Urethralabstrich

Benutzung von eSwab® beflockten Abstrichen

• Anleitung Rechtshänder(!): entnehmen Sie den beflockten eSwab® Abstrichtupfer aus der sterilen Umverpackung
• öffnen Sie das Probengefäß, wobei Sie optimaler Weise das Probenröhrchen in der linken Hand halten, ggf. den Deckel mit dem kleinen Finger der rechten Hand halten
• streichen Sie nun mit der beflockten Spitze des Tupfers den Bereich ab, von dem der Abstrich genommen werden soll
• stecken Sie den Abstrich vollständig in das Probenröhrchen und brechen ihn an der Sollbruchstelle (der Abstrich springt nicht aus dem Röhrchen!)
• schrauben Sie den Deckel auf den Abstrich
• Patientenetikett bzw. Beschriftung nicht vergessen

Becton-Dickinson (BD) Bactec-Blutkultur­flaschen

• Lagerung und Transport

  Unverzüglicher Transport in das Labor (innerhalb 4h).
  Beimpfte Blutkulturen vor dem Transport bei Raumtemperatur lagern, nicht im Kühlschrank!!!

   

  Probennahme

• Die Entnahme von Blutkulturen sollte vor der ersten Antibiotikagabe bzw. vor Umstellung einer antibiotischen Therapie erfolgen. Wurde bereits eine systemische Antibiotikatherapie begonnen, sinkt die Wahrscheinlichkeit für eine erfolgreiche Erregeranzucht um bis zu 50%!
• Die Blutentnahme erfolgt unabhängig von der Körpertemperatur des Patienten. Eine Bakteriämie tritt unabhängig von Fieberspitzen oder Schüttelfrost auf. Blutkulturen sollten immer unverzüglich ohne Verzögerung abgenommen werden!
• Auf sterile Vorgehensweise bei der Blutentnahme achten um Kontaminationen durch Hautflora zu vermeiden.
• Keine Blutentnahme aus peripher-venösen Zugängen oder ZVK, da es hier gehäuft zu Kontaminationen mit Hautkeimen kommt. Eine Ausnahme besteht bei Verdacht auf Gefäßkatheter-assoziierte Infektionen: Hier sollten 2x2 Flaschen (aerob/anaerob) aus dem betroffenen Gefäßzugang sowie parallel dazu 2x2 Flaschen (aerob/anaerob) aus einer peripheren Venenpunktion beimpft werden.
• Es sollten insgesamt mindestens 2x2 Flaschen (aerob/anaerob), besser 3x2 BD-Bactec Blutkulturflaschen mit je 8-10 ml Blut beimpft werden. Idealerweise werden dabei separate Venenpunktionen durchgeführt um evtl. auftretende Kontaminationen durch Hautflora sicher einordnen zu können. Bei Kindern: PEDS-Flasche (für ca. 3 ml Blut) verwenden.
• Vor dem Beimpfen der Blutkulturen muss die Kunststoffmembran der Flasche desinfiziert werden. Die Membran ist nicht steril und kann Quelle für Kontaminationen sein.
• Mykobakterien können nicht in konventionellen Blutkulturen nachgewiesen werden. Bei Verdacht auf Landouzy-Sepsis bitte vorherige Rücksprache ärztlicherseits mit diensthabendem Laborarzt. Wir benötigen 20 mL Citratblut für die kulturelle Anzucht (Versanduntersuchung)

Aus der Praxis: Die Verwendung von Becton Dickinson (BD) Blutkulturflaschen ermöglicht in Verbindung mit dem neuartigen MALDI-TOF System für die schnelle Erregeridentifizierung einen Direktnachweis von Erregern aus der positiv gemeldeten Blutkultur. Damit liegen relevante Befunde häufig einen Tag schneller vor als mit der traditionellen Mikrobiologie!

Steriles Plastikgefäß für Liquorproben 

• Entnahme streng aseptisch, erst nach Verdunsten des Desinfektionsmittels
• Sterile Plastikröhrchen verwenden.
• Menge lt. MIQ-Standard:5 ml (incl. TB 10-15 ml)
• Liquor nativ einsenden, für raschen Transport sorgen! Raumtemperatur, Wärmekette nicht unterbrechen!
• klinisch-chemische Untersuchungen: Liquorportion (wegen evtl. Kontamination) sofort kühlen.

Serum vom gleichen Tag für AK-Indices und oligoklonale Banden einsenden!

Li-Heparin-Monovette 

• Entnahme streng aseptisch
• Achtung: Bei Verdacht auf bakterielle Infektion zusätzl. Nativmaterial in steriler Spritze oder in Blutkulturflasche einsenden. Untersuchungsmaterial in Li-Heparin-Monovette ist nicht für den kulturellen Erregernachweis geeignet
• Bei Raumtemperatur lagern

Bei PCR-Untersuchungen können Li-Heparin Monovetten NICHT verwendet werden! Bitte verwenden Sie stattdessen EDTA- oder Citrat-Monovetten.

•  Nativmaterial einsenden
• Atypische Erreger und TB konkret anfordern 

Sputumröhrchen 

(Auch für Trachealsekret und Bronchiallavage verwendbar).
Gewinnung am besten morgens nach Spülung des Mundraums mit Leitungswasser (außer bei Verdacht auf TB) ggf. Ultraschallvernebler mit 3%, steriler Kochsalzlösung zur Provokation einsetzen

Trachealsekret, Bronchiallavage

Aspiration, nativ in sterile Röhrchen, erstes Aspirat verwerfen

Gefäß mit Umverpackung

Optimales Gefäß für intraoperativ gewonnenes Gewebe (z.B. Herzklappen)

Stuhlröhrchen

Empfohlen an 3 aufeinander folgenden Tagen.

Verwenden für:

• Stuhl auf Erreger, Parasiten, Wurmeier
• Calprotectin
• Elastase
• Hämoglobin im Stuhl

IFOBT-Röhrchen

Für Nachweis von Hämoglobin im Stuhl

Tesafilm (auf Objektträger!)

Bei Verdacht auf Madenwürmer (En­tero­bius vermi­cularis, Oxy­uris oxy­ura) Anal­klebe­streifen auf Ob­jektträger ein­senden

Urinröhrchen ohne Stabilisator

Für Eiweiß im Urin
Abgefüllter Sammelurin auf Katecholamine, HIES, Disk-Elektrophorese, Drogenscreening. Kühl lagern und möglichst schnell transportieren!
Für Chlamydia trachomatis- und Gonokokken-PCR

Mit Borat stabilisiertes Nativurinröhrchen

Wenn kein rascher Transport ins Labor möglich für Urinkulturen (verhindert die Vermehrung von Bakterien, ohne sie abzutöten); für PCR-Untersuchungen NICHT geeignet.

Urinbecher

Bei Verdacht auf Urogenital-Tbc: mind. 20 ml Morgenurin (abends zuvor wenig trinken)

24 h-Sammelbehälter (bitte im Labor anfordern)

       +      

Für klinisch-chemische Untersuchungen, bspw. Dopa­min, Katecholamine, Vanillin­mandelsäure, Homovanillinsäure oder 5-Hydroxyindolessig­säure. 

• Optimale Sammelperiode ist morgens bis morgens (z.B. 8:00 bis 8:00 Uhr).
• Sammelzeit beginnt mit der Blasenentleerung (ersten Morgenurin noch verwerfen)
• Urin während des Sammelns kühl und dunkel lagern!
• Für bestimmte Untersuchungen z.B. Katecholamine muss der Urin angesäuert werden: 10 ml 10% HCl in Sammelgefäß vorlegen, siehe Angaben bei den entsprechenden Analyten. (Patient auf die Gefährlichkeit des Zusatzes aufmerksam machen!)
• Aliquot (ca. 10 ml) aus der gut durchmischten Gesamtmenge entnehmen. Die Gesamtsammelmenge unbedingt auf dem Auftragsschein angeben
• Bitte beachten, dass bestimmte Analysen (z.B. Elektrolyte, Protein) nicht aus angesäuertem Urin durchgeführt werden können.

Versandbehälter für Kühltransport

Versandbehälter können im Labor angefordert werden!

PET-Gefäße (500 ml), stabilisiert mit Natrium-Thiosulfat (im Labor erhältlich)

Probengefäß 7/8 befüllen, Probenahme gemäß Probenahme-SOP bzw. gemäß Probenehmerschulung

Entfernung

Bei der Entfernung der Zecke bitte darauf achten, dass der Zeckenleib nicht gequetscht wird. Es könnten dadurch eventuelle Erreger aus der Speicheldrüse der Zecke in die Wunde gepresst werden.

Verpackung und Transport

Die entfernte bitte Zecke möglichst intakt und in einem kleinen Gefäß oder kleinem Plastikbeutel einschicken. Bitte auf sicheren Verschluss der Behältnisses achten! Wir stellen Ihnen auch gerne kostenlos ein Gefäß zur Verfügung.

Die Zecke bitte auf keinen Fall mit Tesa Film ankleben!